| Mycoplasma hyopneumoniae, agente etiológico de la neumonía enzoótica porcina, provoca importantes pérdidas económicas, especialmente en cerdos de cebo. También forma parte del complejo respiratorio porcino (CRP) actuando como agente predisponente y concomitante con otros agentes infecciosos. |
Las cerdas de primer parto y las de baja paridad se consideran la principal fuente de infección de lechones en lactación.
Habitualmente las cerdas de reposición proceden de orígenes libres a M. hyopneumoniae, pero se contagian durante la gestación a partir de las cerdas adultas. El contagio no es uniforme en tiempo y se puede encontrar hasta un 20% de cerdas de reposición que permanecen negativas2, lo que produce subpoblaciones susceptibles que conducen a la persistencia de animales eliminadores.
| Para evitar la persistencia de animales eliminadores, es primordial realizar una buena aclimatación de la reposición frente a M. hyopneumoniae.
La aclimatación es una herramienta útil en dos escenarios diferentes:
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Aclimatación de la reposición para el control de la neumonía enzoótica
Los métodos para lograr esta aclimatación son3:
VACUNACIÓN
VACUNACIÓN DE MADRES 
La vacunación no previene la infección con M. hyopneumoniae, pero evita que se desarrolle la enfermedad, disminuye su excreción y evita la aparición de síntomas clínicos y lesiones. Por lo tanto, mediante la vacunación de las hembras se disminuye la transmisión a sus lechones.
Cada vez se utiliza más la vacunación de madres, a pesar de que hay pocas vacunas registradas para tal fin.
Se realizan protocolos de 2-3 dosis, siendo habitual la vacunación 5 y 3 semanas antes del parto.
VACUNACIÓN DE LOS LECHONES 
El protocolo de vacunación de los lechones suele ser con una dosis antes o después del destete, pero es posible vacunar con dos dosis en función de la situación epidemiológica.
CONTACTO CON ANIMALES POSITIVOS EXCRETORES (SEMILLEROS)
La estrategia basada en el contacto con semilleros consiste en introducir un número determinado de animales positivos (excretores) con las hembras de reposición para permitir la recirculación de micoplasmas y la aclimatación de las cerdas.
Para conseguir el objetivo de que las hembras no excreten en el momento del parto hay que tener en cuenta que la excreción de M. hyopneumoniae dura un periodo de 214-240 días4 tras la infección y que la propagación del contagio entre animales es muy lenta.
EXPOSICIÓN DE LAS HEMBRAS DE REPOSICIÓN A M. HYOPNEUMONIAE MEDIANTE MACERADOS DE PULMÓN
La infección controlada con macerados de pulmones positivos permite homogeneizar el estado de infección de todos los animales. Es una práctica habitual en Estados Unidos, pero poco frecuente en Europa5.
Se realiza con macerado de pulmones positivos a M. hyopneumoniae de animales procedentes de la misma explotación.
El principal inconveniente de este método, al igual que en otros tipos de retroalimentaciones, es la vehiculación de otros agentes infecciosos, como PRRS o Actinobacillus pleuropneumoniae, por lo que es imprescindible la verificación de la ausencia de los mismos.
Una opción más segura sería la utilización de un cultivo de Mycoplasma de esa explotación, pero es una práctica que no se utiliza dadas las dificultades de aislamiento y multiplicación de esta bacteria.
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Aclimatación como parte de protocolos de erradicación de la neumonía enzoótica
Existen diferentes métodos para lograr la erradicación de M. hyopneumoniae en una explotación3:
En el caso de erradicación mediante el cierre de la explotación y tratamiento con antibióticos, es primordial homogeneizar el estado de infección de todos los animales previamente al cierre, paso que puede llevarse a cabo mediante la retroalimentación con macerado de pulmón.
Se evita la recirculación de la infección entre animales con diferente estatus de protección, siendo posible la erradicación con antibióticos cuando la infección y excreción disminuya (240 días tras la infección controlada).
Las claves de un protocolo de exposición mediante macerado de pulmón
A continuación, describimos brevemente el protocolo de exposición mediante macerados de pulmón, desde la obtención de animales donantes hasta su aplicación6.
1. OBTENCIÓN DE ANIMALES DONANTES
2. PREPARACIÓN DE MACERADO
Una vez sacrificados los animales donantes, los pulmones deben procesarse rápidamente para asegurar la viabilidad de los micoplasmas.
Hay que evaluar las lesiones compatibles (Imagen 1) y confirmar mediante qPCR la presencia de M. hyopneumoniae en concentración apropiada (valor Cq ≤ 26), así como la ausencia de otros agentes infecciosos del complejo respiratorio porcino (Tabla 1).
MACERADO DE LAS MUESTRAS
Una vez confirmada la idoneidad de las muestras, se realizará el macerado con medio FRIS, el medio de elección para el crecimiento de M. hyopneumoniae, que ayudará a mantener la viabilidad de la bacteria.
El macerado se puede conservar en viales congelados a -80ºC hasta su uso. Para este paso se utiliza una picadora casera (Imagen 2).
3. PREPARACIÓN DE DILUCIÓN DE RETROALIMENTACIÓN
La dilución se suele realizar en medio FRIS, aunque se ha demostrado que el uso de solución salina como diluyente es también efectivo si la aplicación es inmediata7.
4. PROTOCOLO DE ADMINISTRACIÓN
La inoculación del preparado se puede realizar por diferentes vías5,8:
Las tres vías resultan eficaces para conseguir la infección de los animales.
5. SEGUIMIENTO DE EFICACIA DE INFECCIÓN
Es recomendable confirmar que se ha conseguido la infección de los animales. Para ello, entre las 2 y 4 semanas post-inoculación se realizan qPCR de M. hyopneumoniae en raspados traqueobronquiales de un número representativo de animales (unos 30 animales de cada lote de 130-150 animales).
| Actualmente, es posible comparar las diferentes cepas presentes en una explotación mediante la técnica de VNTR (Variable Number of Tandem Repeats)9 que evalúa el número de repeticiones en tándem de cuatro loci, obteniendo así un patrón para cada muestra o cepa.
La comparación por VNTR permite el estudio epidemiológico de la explotación, lo que permite una mejora en la selección de las muestras que van a utilizarse para la retroalimentación y en el seguimiento de la efi cacia de la infección controlada. |
Referencias
1. Fano E., Pijoan C., Dee S., Deen J. (2007). Effect of Mycoplasma hyopneumoniae colonization at weaning on disease severity in growing pigs. Can J Vet Res.;71(3):195-200.
2. Takeuti K.L., de Barcellos D., de Lara A.C., Kunrath C.F., Pieters M. (2017). Detection of Mycoplasma hyopneumoniae in naturally infected gilts over time. Vet Microbiol.;203:215-220. doi: 10.1016/j.vetmic.2017.03.025.
3. Mycoplasma in Swine (2020). Editado por Maes D. Sibila M. y Pieters M. A. Acco. Belgium.
4. Pieters M., Pijoan C., Fano E., Dee S. (2009).An assement of the duration of Mycoplasma hyopneumoniae infection in an experimentally infected population of pigs. Veterinary Microbiology 134 (3-4): 261-266.
5. Figueras S., Fano E., Alegre A., López E., Hernández I.; García F., Rodríguez V., García-Morante B. (2020). Assessment of nebulization technology for gilt exposure to Mycoplasma hyopneumoniae as an acclimation strategy. Journal of Swine Health and Production 28(6): 294-301.
6. Robbins R., Betlach A., Mondragon-Evans M., Pieters M. (2019). Development of a herd-specific lung homogenate for exposure to Mycoplasma hyopneumoniae under field conditions. Journal of Swine Health and Production 27 (4): 221-227.
7. Hewitt K, Hensch M, Maschhoff A. (2020). A comparison of media alternatives for Mycoplasma hyopneumoniae aerosol exposure. AASV Meeting Proceedings.
8. Poeta Silva A. P., McDaniel A., Arruda B. L., Derscheid R., Karriker L.A., Yeske P., Alonso C., Gimenez-Lirola L., Linhares D., Zimmerman J., Clavijo M.J. (2019). ¿Cuál es la mejor vía de exposición para la aclimatación de primerizas a Mycoplasma hyopneumoniae?. Portal 3tres3.
9. Vranckx K., Maes D., Calus D, Villarreal I., Pasmans F., Haesebrouck F. (2011). Multiple-locus variable-number tándem-repeat analysis is a suitable tool for differentiation of Mycoplasma hyopneumoniae strains without cultivation. Journal of Clinical Microbiology, 49(5): 2020-2023.
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