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Evaluación del estrés a través de la saliva porcina

Escrito por: A. Muñoz‑Prieto - Laboratorio Interdisciplinar de Análisis Clínicos, Interlab-UMU, Campus Regional de Excelencia Internacional ‘Campus Mare Nostrum’, Universidad de Murcia , A. Ortín‑Bustillo - Laboratorio Interdisciplinar de Análisis Clínicos, Interlab-UMU, Campus Regional de Excelencia Internacional ‘Campus Mare Nostrum’, Universidad de Murcia , A. Tvarijonaviciute - Laboratorio Interdisciplinar de Análisis Clínicos, Interlab-UMU, Campus Regional de Excelencia Internacional ‘Campus Mare Nostrum’, Universidad de Murcia , C.P. Rubio - Laboratorio Interdisciplinar de Análisis Clínicos, Interlab-UMU, Campus Regional de Excelencia Internacional ‘Campus Mare Nostrum’, Universidad de Murcia , D. Escribano - Laboratorio Interdisciplinar de Análisis Clínicos, Interlab-UMU, Campus Regional de Excelencia Internacional ‘Campus Mare Nostrum’, Universidad de Murcia , F. Tecles - Laboratorio Interdisciplinar de Análisis Clínicos, Interlab-UMU, Campus Regional de Excelencia Internacional ‘Campus Mare Nostrum’, Universidad de Murcia , José Joaquín Cerón - Interdisciplinary Laboratory of Clinical Analysis, Interlab-UMU, Regional Campus of International Excellence ‘Campus Mare Nostrum’, University of Murcia, 30100, Murcia, Spain , L. Franco‑Martínez - Laboratorio Interdisciplinar de Análisis Clínicos, Interlab-UMU, Campus Regional de Excelencia Internacional ‘Campus Mare Nostrum’, Universidad de Murcia , M. López‑Arjona - Laboratorio Interdisciplinar de Análisis Clínicos, Interlab-UMU, Campus Regional de Excelencia Internacional ‘Campus Mare Nostrum’, Universidad de Murcia , M.D. Contreras‑Aguilar - Laboratorio Interdisciplinar de Análisis Clínicos, Interlab-UMU, Campus Regional de Excelencia Internacional ‘Campus Mare Nostrum’, Universidad de Murcia , M.J. López‑Martínez - Laboratorio Interdisciplinar de Análisis Clínicos, Interlab-UMU, Campus Regional de Excelencia Internacional ‘Campus Mare Nostrum’, Universidad de Murcia , S. Martínez‑Miró - Laboratorio Interdisciplinar de Análisis Clínicos, Interlab-UMU, Campus Regional de Excelencia Internacional ‘Campus Mare Nostrum’, Universidad de Murcia , S. Martínez‑Subiela - Laboratorio Interdisciplinar de Análisis Clínicos, Interlab-UMU, Campus Regional de Excelencia Internacional ‘Campus Mare Nostrum’, Universidad de Murcia

El uso de la saliva como muestra biológica tiene muchas ventajas, principalmente relacionadas con su obtención, ya que es un procedimiento no invasivo, simple y que no genera dolor.

Además, se pueden obtener muestras repetidas en cualquier momento y lugar, sin necesidad de personal especializado. Por lo tanto, es muy adecuada para fines de monitorización y tiene muchas aplicaciones potenciales, tanto en medicina veterinaria como humana.

Estas ventajas son especialmente relevantes en cerdos, donde la extracción de sangre es muy estresante, tanto para el animal como para el personal encargado de la toma de muestras.

El uso de saliva en la especie porcina puede ser muy apropiado, pudiendo el personal tomar muestras fácilmente, lo que permite realizar análisis más frecuentes y controlar mejor la salud y el bienestar animal (Imagen 1).

En una revisión sobre la utilización de la saliva para la detección de patógenos en cerdos se señaló la posibilidad de detectar más de 23 patógenos virales, siendo la detección de enfermedades infecciosas el principal uso de la saliva en la práctica rutinaria en esta especie.

Sin embargo, la saliva también puede ser utilizada para evaluar otros aspectos relacionados con la salud y el bienestar animal, como:

Nivel de estrés
Respuesta inflamatoria
Respuesta inmunitaria
Equilibrio redox

En este artículo se repasan los principales biomarcadores empleados para evaluar el nivel de estrés en cerdos.

Además, se incluyen algunos consejos generales relativos a la toma de muestras y el almacenamiento de la saliva.

BIOMARCADORES DE ESTRÉS

Cortisol
Alfa-amilasa salival (sAA)
Cromogranina-A (CgA)
Esterasa total (TEA) y sus componentes
Oxitocina (OT)

  Cortisol  

Actualmente, el cortisol sigue siendo el biomarcador más utilizado para detectar [registrados]el estrés en cerdos. Cuando se produce una situación de estrés, se activa el eje hipotalámico-pituitario-adrenal (HPA) que desencadena la liberación de cortisol a la circulación sanguínea (Figura 1).

En la sangre, el cortisol está presente en dos fracciones, unido a proteínas y libre. En cambio, en la saliva solo hay cortisol libre, que es la fracción activa.

El paso del cortisol libre desde la sangre hacia la saliva se produce por difusión pasiva de la molécula a la glándula salival.

Debe tenerse en cuenta que existe variabilidad en los rangos de referencia reportados en la literatura para este metabolito en animales no estresados y una alta variación intraindividual al estrés.

Es importante tener en cuenta que las concentraciones de cortisol en saliva siguen un ritmo circadiano que puede variar con la edad y el sexo.

La variabilidad entre animales puede alcanzar un coeficiente de variación del 62% en la saliva de animales no estresados.

Por lo tanto, es recomendable comparar las concentraciones de cortisol en un individuo con los valores obtenidos con el mismo ensayo e, idealmente, en el mismo animal o grupo de animales con condiciones similares de edad, raza y sexo y sin signos evidentes de estrés.

  Alfa-amilasa salival (sAA) y Cromogranina-A (CgA)  

La sAA y CgA son biomarcadores producidos directamente por la estimulación de las glándulas salivales por el sistema nervioso autónomo (SNA).

Ambos analitos pueden aumentar en situaciones de estrés agudo. Sin embargo, al igual que el cortisol, la variabilidad individual es amplia:

 

sAA

La sAA puede pasar de valores inferiores a 100 UI/L a valores superiores a 1.000 UI/L, llegando en algunos individuos hasta 4.000 UI/L, en el momento de la inducción del estrés, mientras que en otros cerdos no cambia.

CgA

La CgA aumenta en 1,2 veces tras 10 minutos de inmovilización continua, pasando de valores inferiores a 2 mg/L a valores superiores a 3 mg/L despues de 15 minutos del cese de la inmovilizacion.

En un modelo de restricción por encierro en una jaula durante 60 minutos, el aumento de CgA fue 4 veces superior a los valores basales, permaneciendo aumentada (2-3 veces por encima del nivel basal) a los 30 minutos desde el cese del estímulo, lo que podría indicar una posible relación de este biomarcador con el estrés de duración más prolongada.

Si bien, ambos biomarcadores están relacionados con el SNA y, por tanto, con la reacción que se produce tras un estrés agudo, se han descrito cambios en los niveles de CgA y sAA en situaciones de estrés crónico, por ejemplo:

Se ha observado el aumento de los niveles de sAA en cerdos que sufrían dolor por cojera y prolapso rectal.

Los animales con estos trastornos mostraron aumentos aún mayores de sAA (7,49 veces y 18,20 veces en los casos más graves de cojera y prolapso, respectivamente, en comparación con los animales sanos) que de otros biomarcadores como el cortisol (1,72 veces y 2,30 veces en los animales cojos y con prolapso, respectivamente).

Asimismo, aunque no se conoce bien el mecanismo, se ha observado la disminución de los niveles de CgA en saliva tras el aporte de diferentes tipos de enriquecimiento ambiental y suplementación con hierbas durante 2 meses en cerdos en crecimiento, pasando de 1 mg/L a valores inferiores a 0,3 mg/L.

Esto podría indicar una reducción del estrés de estos cerdos durante este periodo. Además, la CgA en saliva mostró una correlación de baja a moderada, pero significativa, con la concentración de cortisol en pelo.

La CgA también es un biomarcador temprano del síndrome de disgalactia postparto (SDP), ya que aumenta significativamente en cerdas con SDP antes del parto, mostrando una mayor sensibilidad que otros marcadores como el cortisol.

Aunque se desconoce la razón de este aumento, los valores elevados de CgA podrían indicar una situación de estrés con activación del sistema adrenérgico que podría estar implicado en la patogénesis de esta enfermedad.

Además, podría existir un papel de la CgA en los trastornos gastrointestinales asociados al SDP, ya que, en el tracto gastrointestinal humano, la CgA es liberada por las células enterocromafines y las neuronas de los ganglios submucosos y mientéricos, pudiendo modular la motilidad colónica en respuesta a la inflamación.

  Actividad de la esterasa total (TEA) y sus componentes  

La TEA es abundante en la saliva de los cerdos. Varias enzimas contribuyen a esta actividad esterasa:

La colinesterasa (ChE) y la colesterol esterasa representan alrededor del 20% de la actividad TEA salival en cerdos sanos no estresados.

La lipasa salival (sLip) podría rondar el 30% en cerdos sanos no estresados.

La isoenzima 6 de la anhidrasa carbónica (CA-VI) podría representar hasta el 50% de la actividad de la TEA en la saliva porcina.

La TEA, la butirilcolinesterasa (BChE) y la sLip pueden medirse mediante técnicas espectrofotométricas, existiendo ensayos validados para cerdos.

La TEA salival puede aumentar en situaciones de estrés agudo, habiéndose descrito un aumento en 1,49 veces de su actividad en cerdos justo después del estímulo (la sujeción mediante lazo nasal).

Además, se registró un aumento (1,8 veces) de la TEA salival a las 4 h de la descarga y la estabulación en el matadero en comparación con los valores anteriores al transporte. Este aumento fue inferior al observado con otros biomarcadores como el cortisol.

El comportamiento de la TEA en saliva en estrés crónico debe ser evaluado más profundamente. En este sentido, podría verse aumentada en cerdos que sufren dolor debido a cojera y prolapso rectal.

  Oxitocina (OT)  

Esta hormona, además de tener un importante papel en la fisiología del parto y la lactación, se considera un biomarcador de emociones positivas y bienestar social en animales domésticos.

El aumento de OT en respuesta a situaciones positivas de bienestar contrasta con el resto de biomarcadores de estrés utilizados hasta ahora, que aumentan cuando existe una situación estresante o falta de bienestar.

La fuente de OT en la saliva es desconocida, pero un informe reciente en humanos indica que la OT salival puede reflejar la concentración y producción endógena.

En la saliva de los cerdos, al igual que en otras especies, la OT puede estar en dos formas principales:

Unida a proteínas
Libre

Al igual que otros biomarcadores, el conocimiento sobre las mediciones de OT en la saliva de cerdos está en sus inicios.

La OT en la saliva puede disminuir en situaciones de estrés agudo.

En un estudio se encontraron disminuciones en las concentraciones salivales de OT en cerdos a las 4 h de estabulación en un matadero. Esto podría indicar una disminución de bienestar en esta situación, posiblemente debido a diversos estímulos estresantes como el proceso de:

Descarga
Mezcla con cerdos desconocidos
Ambiente extraño

La OT puede aumentar por interacciones positivas.

En un estudio en el que se evaluaron las interacciones positivas entre humanos y animales en cerdos, la concentración de OT en saliva se asoció positivamente con ser acariciado.

Además, la eyaculación aumenta las concentraciones salivales de OT en verracos reproductores.

Por lo tanto, estos datos sugieren que esta hormona puede ser un marcador de emociones positivas.

  Conclusiones  

La saliva de los cerdos puede utilizarse para medir biomarcadores que pueden ayudar a evaluar el estrés, la respuesta inflamatoria, el sistema inmunitario y la homeostasis redox.

Estos biomarcadores reflejan que la saliva, además de ser una herramienta de diagnóstico para la detección de enfermedades infecciosas, puede proporcionar información interesante sobre el estado de salud y bienestar de los cerdos.

Sin embargo, todavía se necesitan más datos para validar el uso de la saliva en este campo. Por lo tanto, se espera que en un futuro próximo se generen más conocimientos sobre la fisiología y aplicaciones prácticas de los marcadores salivales aquí revisados, y también sobre otros nuevos que puedan descubrirse, especialmente mediante técnicas «ómicas».

Se espera que el conocimiento generado proporcione información más precisa y útil sobre estos biomarcadores, contribuyendo a un uso más amplio de la saliva en esta especie, así como en otras especies animales y en humanos en el futuro.

Artículo traducido y adaptado de: Cerón, J.J. et al. (2022) “Basics for the potential use of saliva to evaluate stress, inflammation, immune system, and redox homeostasis in Pigs,” BMC Veterinary Research, 18(1) (CC BY 4.0).

Te puede interesar: MicroARNs como biomarcadores de salud y bienestar animal en cerdos

BIBLIOGRAFIA
1. Lamy E, Mau M. Saliva proteomics as an emerging, non-invasive tool to study livestock physiology, nutrition and diseases. J Proteome. 2012;75:4251–4258. doi: 10.1016/J.JPROT.2012.05.007. [PubMed] [CrossRef] [Google Scholar]

2. Tvarijonaviciute A, Martínez-Subiela S, López-Jornet P, Lamy E. Saliva in health and disease the present and future of a unique sample for diagnosis. 2020. [Google Scholar]

3. Gröschl M. Current status of salivary hormone analysis. Clin Chem. 2008;54:1759–1769. doi: 10.1373/CLINCHEM.2008.108910. [PubMed] [CrossRef] [Google Scholar]

4. Pfaffe T, Cooper-White J, Beyerlein P, Kostner K, Punyadeera C. Diagnostic potential of saliva: current state and future applications. Clin Chem. 2011;57:675–687. doi: 10.1373/ CLINCHEM.2010.153767. [PubMed] [CrossRef] [Google Scholar]

5. Merlot E, Mounier A, Prunier A. Endocrine response of gilts to various common stressors: a comparison of indicators and methods of analysis. Physiol Behav. 2011;102:259–265. doi: 10.1016/J. PHYSBEH.2010.11.009. [PubMed] [CrossRef] [Google Scholar]

6. Martínez-Miró S, Tecles F, Ramón M, Escribano D, Hernández F, Madrid J, et al. Causes, consequences and biomarkers of stress in swine: an update. BMC Vet Res. 2016;12. 10.1186/S12917- 016-0791-8. [PMC free article] [PubMed]

7. Cerón J. Acute phase proteins, saliva and education in laboratory science: an update and some reflections. BMC Vet Res. 2019;15. 10.1186/S12917-019-1931-8. [PMC free article] [PubMed]

8. Cook NJ, Schaefer AL, Lepage P, Jones SM. Salivary vs. serum cortisol for the assessment of adrenal activity in swine. 2011. pp. 329–335. [Google Scholar]

9. Henao-Diaz A, Giménez-Lirola L, Baum D, Zimmerman J. Guidelines for oral fluid-based surveillance of viral pathogens in swine. Porc Heal Manag. 2020;6. 10.1186/S40813-020-00168-W. [PMC free article] [PubMed]

10. Escribano D, Fuentes-Rubio M, Cerón J. Validation of an automated chemiluminescent immunoassay for salivary cortisol measurements in pigs. J Vet Diagn Investig. 2012;24:918–923. doi: 10.1177/1040638712455171. [PubMed] [CrossRef] [Google Scholar]

11. Thomsson O, Ström-Holst B, Sjunnesson Y, Bergqvist A. Validation of an enzyme-linked immunosorbent assay developed for measuring cortisol concentration in human saliva and serum for its applicability to analyze cortisol in pig saliva. Acta Vet Scand. 2014;56:55. doi: 10.1186/S13028- 014-0055-1. [PMC free article] [PubMed] [CrossRef] [Google Scholar]

12. Rey-Salgueiro L, Martinez-Carballo E, Fajardo P, Chapela M, Espiñeira M, Simal-Gandara J. Meat quality in relation to swine well-being after transport and during lairage at the slaughterhouse. Meat Sci. 2018;142:38–43. doi: 10.1016/J. MEATSCI.2018.04.005. [PubMed] [CrossRef] [Google Scholar]

13. Ruis M, Te Brake J, Engel B, Ekkel E, Buist W, Blokhuis H, et al. The circadian rhythm of salivary cortisol in growing pigs: effects of age, gender, and stress. Physiol Behav. 1997;62:623–630. doi: 10.1016/S0031-9384(97)00177-7. [PubMed] [CrossRef [Google Scholar]

14. Prims S, Vanden Hole C, Van Cruchten S, Van Ginneken C, Van Ostade X, Casteleyn C. Hair or salivary cortisol analysis to identify chronic stress in piglets? Vet J. 2019;252. 10.1016/J. TVJL.2019.105357. [PubMed]

15. Bahnsen I, Riddersholm K, de Knegt L, Bruun T, Amdi C. The effect of different feeding systems on salivary cortisol levels during gestation in sows on herd level. Anim an open access J from MDPI. 2021;11. 10.3390/ANI11041074. [PMC free article [PubMed]

16. Deng J, Cheng C, Yu H, Huang S, Hao X, Chen J, et al. Inclusion of wheat aleurone in gestation diets improves postprandial satiety, stress status and stillbirth rate of sows. Anim Nutr (Zhongguo xu mu shou yi xue hui) 2021;7:412–420. doi: 10.1016/J. ANINU.2020.06.015. [PMC free article] [PubMed] [CrossRef] [Google Scholar]

17. López-Arjona M, Tecles F, Mateo S, Contreras-Aguilar M, Martínez-Miró S, Cerón J, et al. Measurement of cortisol, cortisone and 11β-hydroxysteroid dehydrogenase type 2 activity in hair of sows during different phases of the reproductive cycle. Vet J. 2020:259–60. 10.1016/J. TVJL.2020.105458. [PubMed]

18. Escribano D, Fuentes-Rubio M, Cerón J. Salivary testosterone measurements in growing pigs: validation of an automated chemiluminescent immunoassay and its possible use as an acute stress marker. Res Vet Sci. 2014;97:20–25. doi: 10.1016/J. RVSC.2014.04.001. [PubMed] [CrossRef] [Google Scholar]

19. Romero-Martínez A, González-Bono E, Lila M, Moya-Albiol L. Testosterone/cortisol ratio in response to acute stress: a possible marker of risk for marital violence. Soc Neurosci. 2013;8:240– 247. doi: 10.1080/17470919.2013.772072. [PubMed [CrossRef] [Google Scholar]

20. Contreras-Aguilar M, Escribano D, Martínez-Subiela S, Martínez-Miró S, Cerón J, Tecles F. Changes in alpha-amylase activity, concentration and isoforms in pigs after an experimental acute stress model: an exploratory study. BMC Vet Res. 2018;14. 10.1186/S12917-018-1581-2. [PMC free article] [PubMed]

21. Contreras-Aguilar M, Escribano D, Martínez-Subiela S, Martínez-Miró S, Rubio M, Tvarijonaviciute A, et al. Influence of the way of reporting alpha-amylase values in saliva in different naturalistic situations: a pilot study. PLoS One. 2017;12. 10.1371/JOURNAL. PONE.0180100. [PMC free article] [PubMed]

22. Escribano D, Soler L, Gutiérrez AM, Martínez-Subiela S, Cerón JJ. Measurement of chromogranin a in porcine saliva: validation of a time-resolved immunofluorometric assay and evaluation of its application as a marker of acute stress. Animal. 2013;7:640–647. doi: 10.1017/S1751731112002005. [PubMed] [CrossRef] [Google Scholar]

23. Fuentes M, Tecles F, Gutiérrez A, Otal J, Martínez-Subiela S, Cerón J. Validation of an automated method for salivary alpha amylase measurements in pigs (Sus scrofa domesticus) and its application as a stress biomarker. J Vet Diagn Investig. 2011;23:282–287. doi: 10.1177/104063871102300213. [PubMed] [CrossRef] [Google Scholar]

24. Huang Y, Liu Z, Liu W, Yin C, Ci L, Zhao R, et al. Short communication: salivary haptoglobin and chromogranin a as non invasive markers during restraint stress in pigs. Res Vet Sci. 2017;114:27–30. doi: 10.1016/J.RVSC.2017.02.023. [PubMed [CrossRef] [Google Scholar]

25. Escribano D, Ko H, Chong Q, Llonch L, Manteca X, Llonch P. Salivary biomarkers to monitor stress due to aggression after weaning in piglets. Res Vet Sci. 2019;123:178–183. doi: 10.1016/J. RVSC.2019.01.014. [PubMed] [CrossRef] [Google Scholar]

26. Escribano D, Gutiérrez A, Fuentes-Rubio M, Cerón J. Saliva chromogranin a in growing pigs: a study of circadian patterns during daytime and stability under different storage conditions. Vet J. 2014;199:355–359. doi: 10.1016/J.TVJL.2014.01.005 [PubMed] [CrossRef] [Google Scholar]

27. Contreras-Aguilar M, Escribano D, Martínez-Miró S, López-Arjona L, Rubio C, Martínez-Subiela S, et al. Application of a score for evaluation of pain, distress and discomfort in pigs with lameness and prolapses: correlation with saliva biomarkers and severity of the disease. Res Vet Sci. 2019;126:155– 163. doi: 10.1016/J.RVSC.2019.08.004. [PubMed] [CrossRef] [Google Scholar]

28. Casal N, Manteca X, Escribano D, Cerón J, Fàbrega E. Effect of environmental enrichment and herbal compound supplementation on physiological stress indicators (chromogranin a, cortisol and tumour necrosis factor-α) in growing pigs. Animal. 2017;11:1228–1236. doi: 10.1017/S1751731116002561. [PubMed] [CrossRef] [Google Scholar]

29. Kaiser M, Jacobsen S, Andersen P, Bækbo P, Cerón J, Dahl J, et al. Hormonal and metabolic indicators before and after farrowing in sows affected with postpartum dysgalactia syndrome. BMC Vet Res. 2018;14. 10.1186/S12917-018-1649-Z. [PMC free article] [PubMed] investigación

30. Tecles F, Contreras-Aguilar M, Martínez-Miró S, Tvarijonaviciute A, Martínez-Subiela S, Escribano D, et al. Total esterase measurement in saliva of pigs: validation of an automated assay, characterization and changes in stress and disease conditions. Res Vet Sci. 2017;114:170–176. doi: 10.1016/J.RVSC.2017.04.007. [PubMed] [CrossRef] [Google Scholar]

31. Sayer R, Law E, Connelly P, Breen K. Association of a salivary acetylcholinesterase with Alzheimer’s disease and response to cholinesterase inhibitors. Clin Biochem. 2004;37:98–104. doi: 10.1016/J.CLINBIOCHEM.2003.10.007. [PubMed] [CrossRef] [Google Scholar]

32. Tecles F, Escribano D, Martínez-Miró S, Hernández F, Contreras MD, Cerón JJ. Cholinesterase in porcine saliva: analytical characterization and behavior after experimental stress. Res Vet Sci. 2016;106:23–28. doi: 10.1016/j.rvsc.2016.03.006. [PubMed] [CrossRef] [Google Scholar]

33. Ryhanen R, Narhi M, Puhakainen E, Hanninen O, Kontturi-Narhi V. Pseudocholinesterase activity and its origin in human Oral fluid. J Dent Res. 1983;62:20–23. doi: 10.1177/00220345830620010501. [PubMed] [CrossRef] [Google Scholar]

34. Fedorova T, Knudsen C, Mouridsen K, Nexo E, Borghammer P. Salivary acetylcholinesterase activity is increased in Parkinson’s disease: a potential marker of parasympathetic dysfunction. Parkinsons Dis. 2015;2015. 10.1155/2015/156479. [PMC free article] [PubMed]

35. Lee PC, Purcell ES, Borysewicz R, Klein RM, Werlin SL. Developmental delay of lingual lipase expression after Guanethidineinduced Sympathectomy. Proc Soc Exp Biol Med. 1992;199:192–198. doi: 10.3181/00379727-199-43346. [PubMed [CrossRef] [Google Scholar]

36. Henkin RI, Martin BM, Agarwal RP. Decreased parotid saliva Gustin/carbonic anhydrase VI secretion: an enzyme disorder manifested by gustatory and olfactory dysfunction. Am J Med Sci. 1999;318:380. doi: 10.1097/00000441-199912000-00005 [PubMed] [CrossRef] [Google Scholar]

37. Kivelä J, Parkkila S, Parkkila AK, Leinonen J, Rajaniemi H. Salivary carbonic anhydrase isoenzyme VI. J Physiol. 1999;520:315–320. doi: 10.1111/j.1469-7793.1999.t01-1-00315.x. [PMC free article] [PubMed] [CrossRef] [Google Scholar]

38. López-Arjona M, Escribano D, Mateo SV, Contreras-Aguilar MD, Rubio CP, Tecles F, et al. Changes in oxytocin concentrations in saliva of pigs after a transport and during lairage at slaughterhouse. Res Vet Sci. 2020;133:26–30. doi: 10.1016/j.rvsc.2020.08.015. [PubMed] [CrossRef] [Google Scholar]

39. López-Arjona M, Mateo S, Manteca X, Escribano D, Cerón J, Martínez-Subiela S. Oxytocin in saliva of pigs: an assay for its measurement and changes after farrowing. Domest Anim Endocrinol. 2020;70. 10.1016/J.DOMANIEND.2019.106384 [PubMed]

40. Alaerts K, Steyaert J, Vanaudenaerde B, Wenderoth N, Bernaerts S. Changes in endogenous oxytocin levels after intranasal oxytocin treatment in adult men with autism: an exploratory study with long-term follow-up. Eur Neuropsychopharmacol. 2021;43:147–152. doi: 10.1016/J. EURONEURO.2020.11.014. [PubMed] [CrossRef] [Google Scholar]

41. MacLean E, Wilson S, Martin W, Davis J, Nazarloo H, Carter C. Challenges for measuring oxytocin: the blind men and the elephant? Psychoneuroendocrinology. 2019;107:225–231. doi: 10.1016/J. PSYNEUEN.2019.05.018. [PMC free article] [PubMed [CrossRef] [Google Scholar]

42. López-Arjona M, Mateo S, Escribano D, Tecles F, Cerón J, Martínez-Subiela S. Effect of reduction and alkylation treatment in three different assays used for the measurement of oxytocin in saliva of pigs. Domest Anim Endocrinol. 2021;74. 10.1016/J. DOMANIEND.2020.106498. [PubMed]

43. Lürzel S, Bückendorf L, Waiblinger S, Rault J. Salivary oxytocin in pigs, cattle, and goats during positive human-animal interactions. Psychoneuroendocrinology. 2020;115. 10.1016/J. PSYNEUEN.2020.104636. [PubMed]

44. MacLean E, Gesquiere L, Gee N, Levy K, Martin W, Carter C. Validation of salivary oxytocin and vasopressin as biomarkers in domestic dogs. J Neurosci Methods. 2018;293:67–76. doi: 10.1016/J. JNEUMETH.2017.08.033. [PubMed] [CrossRef] [Google Scholar]

45. López-Arjona M, Padilla L, Roca J, Cerón J, Martínez-Subiela S. Ejaculate collection influences the salivary oxytocin concentrations in breeding male pigs. Anim an open access J from MDPI. 2020;10:1–12. doi: 10.3390/ANI10081268. [PMC free article] [PubMed] [CrossRef] [Google Scholar]

46. Contreras-Aguilar M, López-Arjona M, Martínez-Miró S, Escribano D, Hernández-Ruipérez F, Cerón J, et al. Changes in saliva analytes during pregnancy, farrowing and lactation in sows: a sialochemistry approach. Vet J. 2021;273. 10.1016/J. TVJL.2021.105679. [PubMed]

47. Mateo SV, Contreras-Aguilar MD, López-Jornet P, Jimenez-Reyes P, Ceron JJ, Tvarijonaviciute A, et al. Development and evaluation of a rapid and sensitive homogeneous assay for haptoglobin measurements in saliva. Microchem J. 2019;150.

48. Lin G, Küng E, Smajlhodzic M, Domazet S, Friedl H, Angerer J, et al. Directed transport of CRP across in vitro models of the blood-saliva barrier strengthens the feasibility of salivary CRP as biomarker for neonatal Sepsis. Pharmaceutics. 2021;13:1–17. doi: 10.3390/ PHARMACEUTICS13020256. [PMC free article] [PubMed] [CrossRef] [Google Scholar]

49. Escribano D, Campos P, Gutiérrez A, Le Floc’h N, Cerón J, Merlot E. Effect of repeated administration of lipopolysaccharide on inflammatory and stress markers in saliva of growing pigs. Vet J. 2014;200:393–397. doi: 10.1016/J.TVJL.2014.04.007. [PubMed] [CrossRef] [Google Scholar]

50. Ott S, Soler L, Moons C, Kashiha M, Bahr C, Vandermeulen J, et al. Different stressors elicit different responses in the salivary biomarkers cortisol, haptoglobin, and chromogranin a in pigs. Res Vet Sci. 2014;97:124–128. doi: 10.1016/J.RVSC.2014.06.002. [PubMed] [CrossRef] [Google Scholar]

51. Escribano D, Gutiérrez A, Tecles F, Cerón J. Changes in saliva biomarkers of stress and immunity in domestic pigs exposed to a psychosocial stressor. Res Vet Sci. 2015;102:38–44. doi: 10.1016/J. RVSC.2015.07.013. [PubMed] [CrossRef] [Google Scholar]

52. Tecles F, Fuentes P, Martínez Subiela S, Parra M, Muñoz A, Cerón J. Analytical validation of commercially available methods for acute phase proteins quantification in pigs. Res Vet Sci. 2007;83:133–139. doi: 10.1016/J.RVSC.2006.10.005. [PubMed [CrossRef] [Google Scholar]

53. Murata H. Stress and acute phase protein response: an inconspicuous but essential linkage. Vet J. 2007;173:473–474. doi: 10.1016/J.TVJL.2006.05.008. [PubMed] [CrossRef] [Google Scholar]

54. Baganha M, Pêgo A, Lima M, Gaspar E, Cordeiro A. Serum and pleural adenosine deaminase. Correlation with lymphocytic populations. Chest. 1990;97:605–610. doi: 10.1378/CHEST.97.3.605. [PubMed] [CrossRef] [Google Scholar]

55. Mishra OP, Gupta BL, Ali Z, Nath G, Chandra L. Adenosine deaminase activity in typhoid fever. Indian Pediatr. 1994;31:1379-84. [PubMed]

56. Tecles F, Rubio C, Contreras-Aguilar M, López-Arjona M, Martínez-Miró S, Martínez-Subiela S, et al. Adenosine deaminase activity in pig saliva: analytical validation of two spectrophotometric assays. J Vet Diagn Investig. 2018;30:175–179. doi: 10.1177/1040638717742947. [PMC free article] [PubMed] [CrossRef] [Google Scholar]

57. Contreras-Aguilar M, Tvarijonaviciute A, Monkeviciene I, Martín-Cuervo M, González-Arostegui L, Franco-Martínez L, et al. Characterization of total adenosine deaminase activity (ADA) and its isoenzymes in saliva and serum in health and inflammatory conditions in four different species: an analytical and clinical validation pilot study. BMC Vet Res. 2020;16. 10.1186/S12917-020-02574-2. [PMC free article] [PubMed]

58. Escribano D, Gutiérrez A, Martínez Subiela S, Tecles F, Cerón J. Validation of three commercially available immunoassays for quantification of IgA, IgG, and IgM in porcine saliva samples. Res Vet Sci. 2012;93:682–687. doi: 10.1016/J. RVSC.2011.09.018. [PubMed] [CrossRef] [Google Scholar]

59. Muneta Y, Yoshikawa T, Minagawa Y, Shibahara T, Maeda R, Omata Y. Salivary IgA as a useful non-invasive marker for restraint stress in pigs. J Vet Med Sci. 2010;72:1295–1300. doi: 10.1292/ JVMS.10-0009. [PubMed] [CrossRef] [Google Scholar] investigación

60. Parry J, Perry K, Mortimer P. Sensitive assays for viral antibodies in saliva: an alternative to tests on serum. Lancet (London, England) 1987;2:72–75. doi: 10.1016/S0140-6736(87)92737-1. [PubMed] [CrossRef] [Google Scholar]

61. Brandtzaeg P. Secretory immunity with special reference to the oral cavity. J Oral Microbiol. 2013;5. 10.3402/JOM. V5I0.20401. [PMC free article] [PubMed]

62. Allgrove J, Gomes E, Hough J, Gleeson M. Effects of exercise intensity on salivary antimicrobial proteins and markers of stress in active men. J Sports Sci. 2008;26:653–661. doi: 10.1080/02640410701716790. [PubMed] [CrossRef] [Google Scholar]

63. Rubio C, Mainau E, Cerón J, Contreras-Aguilar M, Martínez-Subiela S, Navarro E, et al. Biomarkers of oxidative stress in saliva in pigs: analytical validation and changes in lactation. BMC Vet Res. 2019;15. 10.1186/S12917-019-1875-Z. [PMC free article] [PubMed]

64. Rivera-Gomis J, Rubio C, Martínez Conesa C, Otal Salaverri J, Cerón J, Escribano Tortosa D, et al. Effects of dietary supplementation of garlic and oregano essential oil on biomarkers of oxidative status, stress and inflammation in Postweaning piglets. Anim an open access J from MDPI. 2020;10:1–17. doi: 10.3390/ANI10112093. [PMC free article] [PubMed] [CrossRef] [Google Scholar]

65. Escribano D, Contreras-Aguilar M, Tvarijonaviciute A, Martínez-Miró S, Martínez-Subiela S, Cerón J, et al. Stability of selected enzymes in saliva of pigs under different storage conditions: a pilot study. J Vet Med Sci. 2018;80:1657–1661. doi: 10.1292/JVMS.18-0346. [PMC free article] [PubMed] [CrossRef] [Google Scholar]

66. Barranco T, Rubio C, Tvarijonaviciute A, Rubio M, Damia E, Lamy E, et al. Changes of salivary biomarkers under different storage conditions: effects of temperature and length of storage. Biochem medica. 2019;29. 10.11613/BM.2019.010706. [PMC free article] [PubMed]

67. Tvarijonaviciute A, Barranco T, Rubio M, Carrillo J, Martinez-Subiela S, Tecles F, et al. Measurement of Creatine kinase and aspartate aminotransferase in saliva of dogs: a pilot study. BMC Vet Res. 2017;13. 10.1186/S12917-017-1080-X. [PMC free article] [PubMed]

68. Escribano D, Horvatić A, Contreras-Aguilar MD, Guillemin N, Cerón JJ, Tecles F, et al. Changes in saliva proteins in two conditions of compromised welfare in pigs: an experimental induced stress by nose snaring and lameness. Res Vet Sci. 2019;125:227–234. doi: 10.1016/j.rvsc.2019.06.008. [PubMed] [CrossRef] [Google Scholar]

69. Tvarijonaviciute A, Pardo-Marin L, Tecles F, Carrillo J, Garcia-Martinez J, Bernal L, et al. Measurement of urea and creatinine in saliva of dogs: a pilot study. BMC Vet Res. 2018;14. 10.1186/ S12917-018-1546-5. [PMC free article] [PubMed]

70. Porto-Mascarenhas EC, Assad DX, Chardin H, Gozal D, De Luca CG, Acevedo AC, et al. Salivary biomarkers in the diagnosis of breast cancer: a review. Crit Rev Oncol Hematol. 2017;110:62–73. doi: 10.1016/J.CRITREVONC.2016.12.009. [PubMed] [CrossRef] [Google Scholar]

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