Las actuales pautas de la American Association of Swine Veterinarians (AASV) para monitorizar el virus PRRS en granjas de cerdas en proceso de eliminación consiste en obtener muestras de sueros negativos al virus de campo desde el nacimiento al destete3.
La vacunación de cerdas es una práctica común para la producción de lechones recién nacidos negativos al virus del PRRS de campo. Además, la vacunación de lechones ha demostrado reducir y/o retrasar la infección por el virus de cerdos en crecimiento contribuyendo de esta forma al control de la circulación vírica a partir del destete y nueva recirculación en cerdas.
El objetivo de este estudio fue determinar el Tiempo a la Estabilidad (TAE) para PRRS en granjas comerciales, definido como el tiempo necesario para producir lechones negativos al virus PRRS de campo al nacimiento y a las 6 o 9 semanas de edad.
MATERIALES Y MÉTODOS
Las granjas habían tenido brotes de virus PRRS recientemente, diagnosticados por signos clínicos y confirmados con diagnóstico laboratorial por PCR.
*SPC de Suvaxyn PRRS MLV: Gestación: Puede utilizarse en cerdas nulíparas y en cerdas adultas antes de la cubrición no expuestas con anterioridad al virus PRRS o en la primera mitad de la gestación. Puede utilizarse en cerdas nulíparas y adultas expuestas con anterioridad al virus PRRS en la segunda mitad de la gestación.
Lactancia: No ha quedado demostrada la seguridad de la vacuna durante la lactancia.
La vacunación de lechones comienza cuando se demuestra el nacimiento de lechones negativos a virus PRRS. Estudios de campo sugieren que 30 muestras de suero en lechones de nacimiento a destete tienen una baja sensibilidad para detectar el virus PRRS en escenarios de baja prevalencia4,6, sugiriendo que se requiere mayor número de lechones muestreados para aumentar esa sensibilidad.
Para ello, se ha descrito el procedimiento de usar fluidos de procesado para monitorizar el PRRS en lechones de 3 a 5 días de vida7,9. La toma de muestras es a partir de testículos en la castración o de rabitos.
La probabilidad de detectar el virus PRRS es mayor a partir de fluidos de procesado comparado con las muestras de 30 sueros, por lo que es la técnica usada en este estudio para monitorizar el nacimiento de lechones negativos a cepa de campo de virus PRRS.
Para determinar la circulación del virus PRRS en la transición, se sangraron 12-15 lechones por granja a las 3, a las 6 y a las 9 semanas de edad y se analizaron utilizando una PCR DIVA PRRS, capaz de diferenciar la cepa de virus PRRS de la vacuna del resto de cepas de virus PRRS. Los pools de muestras para hacer la PCR eran de un máximo de 3 muestras por pool.
Como protocolos de manejo adicionales se hizo el cierre de las explotaciones, es decir, suspender la entrada de nuevas reproductoras durante el período de estabilización, así como aplicar estricto Todo Dentro-Todo Fuera en el movimiento de lechones, tanto en maternidad como en la transición.
Suvaxyn PRRS MLV (Zoetis®) es la vacuna seleccionada en este estudio ya que permite la vacunación de cerdas y nulíparas para el control de la clínica reproductiva y reducir el nacimiento de lechones positivos a virus PRRS de campo.
Además, esta vacuna permite la vacunación de lechones desde el primer día de vida, superando la presencia de anticuerpos maternales, obteniendo la protección más temprana en los lechones en el período de mayor riesgo10 y durante toda la fase de engorde.
RESULTADOS
CONCLUSIONES
Los resultados respaldan el valor de Suvaxyn® PRRS MLV para reducir el TTS para PRRS.
La mejora de la inmunidad de las cerdas reduce la infección transplacentaria por virus de campo; la vacunación en lechones en la primera semana de vida induce el desarrollo temprano de inmunidad activa contra la infección por el virus de campo, superando la interferencia con los anticuerpos maternales.
Para lograr que los lechones de 9 semanas de edad sean PRRS negativos, también es esencial implementar medidas estrictas de bioseguridad.
REFERENCIAS
1Holtkamp et col. Assessment of the economic impact of porcine reproductive and respiratory syndrome virus on United States pork producers. J Swine Health Prod. 2013;21(2):72–84.
2Nathues et col. Cost of porcine reproductive and respiratory syndrome virus at individual farm level – An economic disease model. Preventive Veterinary Medicine 142 (2017) 16-29.
3Holtkamp DJ, Polson DD, Torremorell M. Terminology for classifying swine herds by porcine reproductive and respiratory syndrome virus status. J Swine Health Prod. 2011;19(1):44–56.
4Linhares DC, Cano JP, Torremorell M, Morrison RB. Comparison of time to PRRSv-stability and production losses between two exposure programs to control PRRSv in sow herds. Prev Vet Med. 2014;116(1–2):111–9.
5Kittawornrat A, Panyasing Y, Goodell C, Wang C, Gauger P, Harmon K, Rauh R, Desfresne L, Levis I, Zimmerman J. Porcine reproductive and respiratory syndrome virus (PRRSV) surveillance using pre-weaning oral fluid samples detects circulation of wild-type PRRSV. Vet Microbiol. 2014;168(2–4):331–9.
6Graham J, Rademacher C, Swalla R. Use of oral fluid sampling in suckling pigs for PRRSV monitoring. San Diego, CA, San Diego, CA: 44th AASV Annual Meeting; 2013.
7Lopez WA, Angulo J, Zimmerman JJ, Linhares DCL. Porcine reproductive and respiratory syndrome monitoring in breeding herds using processing fluids. J Swine Health Prod. 2018;26(3):146–50.
8Lopez, W.; Linhares, D. Processing fluids, blood serum, and tail blood swabs to detect PRRSV RNA and PCV2 DNA by PCR-Based assays, 2017 ISU James D. McKean Swine Disease Conference, Ames, IA, Ames, IA, 2017; p 69.
9Lopez WA, Zimmerman JJ, Angulo J, Linhares DCL. Processing fluids for detection of PRRS activity in neonates, 2017 ISU James D, vol. 2017. Ames, IA, Ames, IA: McKean Swine Disease Conference. p. 65.
10Zimmerman JJ, Benfield D, Dee S, Murtaugh P, Stadejek T, Stevenson W, Torremorell M. Porcine Reproductive and Respiratory Syndrome Virus (Porcine Arterivirus). Diseases of Swine 10th edition.