Optimización del control de PRRSV mediante estrategia vacunal combinada

El virus del Síndrome Respiratorio y Reproductivo Porcino (PRRSV) representa uno de los mayores desafíos sanitarios de la industria porcina mundial. Su impacto abarca alteraciones reproductivas graves en las cerdas, mortalidad elevada durante la fase de transición y una mayor susceptibilidad a infecciones secundarias, consecuencia directa de su conocido efecto inmunomodulador.¹

El desafío que plantea el PRRSV al sistema inmunitario del cerdo es particular: el virus interfiere con la respuesta innata y adaptativa, lo que dificulta tanto la resolución natural de la infección como el diseño de estrategias vacunales eficaces.¹

A esto se suma la elevada variabilidad genética entre cepas de campo, que compromete la eficacia cruzada de las vacunas disponibles.²

Cimientos del control: Bioseguridad y estabilización

El control efectivo del PRRSV exige una estrategia multifactorial que combine bioseguridad, higiene y manejo riguroso.

El objetivo fundamental es la estabilización de los lotes de reproductoras, limitando la circulación viral para proteger tanto a las cerdas como a sus lechones.

La seroprevalencia al final de la fase de transición se correlaciona directamente con la presencia de trastornos reproductivos en las cerdas³, lo que remarca la importancia de controlar la circulación viral desde edades tempranas, siendo crítica la gestión de la reposición.

Para un control efectivo, la vacunación debe asentarse sobre cimientos innegociables de bioseguridad y manejo:

Bioseguridad externa e interna: la bioseguridad externa debe orientarse al control de los principales vectores de entrada del virus (transporte, visitas y estatus sanitario de los animales de reposición). En el ámbito interno, el respeto estricto del sistema “Todo dentro/Todo fuera” y la correcta sectorización de áreas productivas son medidas fundamentales para evitar la difusión viral entre lotes.

Gestión del lechón en maternidad: la reducción de la exposición precoz del lechón a animales virémicos es clave para retrasar la edad de infección. Limitar las adopciones entre camadas a las primeras 24 horas de vida y evitar el contacto entre camadas de cerdas con diferente estatus virológico son prácticas que contribuyen a disminuir la diseminación viral en la sala de partos.⁴

Adaptación de nulíparas: el objetivo de cualquier programa de aclimatación debe ser que las futuras reproductoras alcancen su primera cubrición siendo seropositivas pero negativas a PCR, es decir, con anticuerpos frente al virus, pero sin replicación viral activa. De este modo se evita que las nulíparas introduzcan o amplifiquen la circulación viral en el lote de cerdas gestantes.²,⁵

VACUNAS VIVAS ATENUADAS FRENTE A VACUNAS INACTIVADAS

En la actualidad, el mercado ofrece dos grandes categorías de vacunas comerciales frente al PRRSV, con perfiles de eficacia y seguridad complementarios:

Vacunas vivas atenuadas (MLV, Modified Live Vaccines): inducen una protección clínica eficaz frente a cepas antigénicamente próximas y reducen la viremia y el período de excreción viral.⁵

Vacunas inactivadas (KV, Killed Vaccines): ofrecen un perfil de seguridad amplio al no existir riesgo de replicación ni de diseminación viral.⁶ Son una herramienta especialmente útil para el refuerzo de la inmunidad humoral y celular en reproductoras.⁷

Esto es debido a que no se observa un incremento significativo en los títulos de anticuerpos neutralizantes (NA, Neutralising Antibodies) ni en la respuesta celular específica tras sucesivos contactos con el mismo antígeno vivo.⁸

Tecnología dual de refuerzo inmunitario (TDRI): Fundamento y evidencia científica

Base inmunológica

La Tecnología Dual de Refuerzo Inmunitario (TDRI) consiste en inmunizar frente al mismo antígeno mediante la combinación secuencial de dos plataformas vacunales diferentes: una vacuna viva atenuada (MLV), seguida de una vacuna inactivada (KV). Esta aproximación, avalada en otros patógenos y especies,⁹-¹¹ supera las limitaciones del uso repetido de un único tipo de vacuna al estimular de forma diferenciada los distintos brazos del sistema inmune.

Un primer contacto con la vacuna viva sensibiliza al animal y establece una memoria inmunológica primaria robusta, tanto humoral como celular. El refuerzo posterior con la vacuna inactivada, gracias a su elevada carga antigénica y a sus adyuvantes, desencadena una respuesta secundaria de mayor magnitud y duración que la obtenida con una segunda dosis del mismo producto vivo.⁸

Evidencia en campo del efecto booster: Respuesta celular y humoral

Se compararon diferentes protocolos de vacunación y se demostró que la combinación ML + KV induce niveles significativamente superiores de células secretoras de interferón gamma (IFN-γ) en comparación con la revacunación exclusiva con MLV.⁸

La respuesta de linfocitos T CD8+ fue igualmente superior con el protocolo mixto,⁸ (Fig.1) lo que refleja una mayor activación de la inmunidad celular, la cual es clave para el control de la infección por PRRSV.¹²,¹³

En paralelo, se ha documentado un aumento sostenido de anticuerpos neutralizantes con capacidad de neutralización frente a cepas de campo heterólogas,14 y se ha confirmado que las vacunas inactivadas son especialmente eficaces para reducir la excreción viral en animales previamente infectados.¹⁵

Figura 1. Células secretoras de INF-γ específico frente al PRRSV para cada momento de muestreo con diferentes protocolos de vacunación. Letras distintas en la misma vertical significan una diferencia estadísticamente significativa (p<0,05).

Aplicación práctica: Vacunación al final de gestación y protección del lechón

La aplicación de la dosis de vacuna inactivada al final de la gestación (en torno al día 90) ha demostrado ser la estrategia que maximiza la transferencia de inmunidad materna al lechón a través del calostro.¹⁶ Este enfoque responde a la lógica de estimular la producción de anticuerpos maternos justo antes del parto, en el momento en que la glándula mamaria los concentra en el calostro.

Retraso de circulación viral en el lechón

La implementación de programas mixtos MLV + KV en reproductoras, con refuerzo al final de la gestación, ha permitido en varios estudios de campo retrasar significativamente el inicio de la circulación viral en los lechones. En granjas con infección endémica se ha documentado que la circulación del virus de campo se ha pospuesto hasta las 11-16 semanas de vida.¹⁷-¹⁸

Adicionalmente, en otro estudio se confirmó que la aplicación de la TDRI en las reproductoras se traduce en una reducción medible de la circulación viral en los lechones destetados, con impacto directo sobre la productividad post-destete.²⁰

Resultados productivos

La mejora de la inmunidad maternal y el retraso en la circulación viral en el lechón se reflejan en indicadores productivos.

Los estudios de campo en granjas con infección endémica en los que se ha implementado este tipo de programas han reportado incrementos en el número de nacidos vivos (de 32,2 a 34,7) y reducciones sustanciales en la mortalidad en el periodo post-destete (del 4,7 al 0,8%).¹⁷,¹⁸

La administración continuada de vacuna inactivada en reproductoras a lo largo de varios ciclos productivos se ha asociado asimismo a una mejora en la estabilidad del lote y a una reducción de las pérdidas reproductivas.¹⁷

Conclusión e impacto

La evidencia disponible apunta a que el control del PRRSV no debería depender de una única herramienta. En este contexto, la combinación secuencial de vacunas vivas atenuadas y vacunas inactivadas (tecnología TDRI) representa un avance sustancial respecto a los programas basados en un solo tipo de vacuna.⁸

La aplicación de esta estrategia en reproductoras, y en particular el refuerzo con vacuna inactivada al final de la gestación, permite potenciar la inmunidad maternal, retrasar la circulación viral en el lechón y mejorar los resultados productivos en granjas endémicamente infectadas.¹⁶-¹⁸

Referencias bibliográficas

1. Mateu, E., Diaz, I. (2008). The challenge of PRRS immunology. Veterinary Journal, 177(3), 345–351. https://doi.org/10.1016/j.tvjl.2007.05.022

2. Prieto, C., et al.,(2008). Similarity of European porcine reproductive and respiratory syndrome virus strains to vaccine strain is not necessarily predictive of the degree of protective immunity conferred. Veterinary Journal, 175(3), 356–363. https://doi.org/10.1016/j.tvjl.2007.01.021

3. Candotti, P., et al. (2006). Relationship between piglet PRRS seroprevalence at the end of nursery and reproduction disorders due to PRRS in sows. Proceedings of the 19th IPVS Congress, 1, 54. Copenhagen, Denmark.

4. McCaw, M. B. (2000). Effect of reducing crossfostering at birth on piglet mortality and performance during an acute outbreak of porcine reproductive and respiratory syndrome. Swine Health Prod. 2000;8(1):15-21.

5. Martelli, P., et al. (2009). Efficacy of a modified live porcine reproductive and respiratory syndrome virus (PRRSV) vaccine in pigs naturally exposed to a heterologous European (Italian cluster) field strain: Clinical protection and cell-mediated immunity. Vaccine, 27(28), 3788–3799. https://doi. org/10.1016/j.vaccine.2009.03.028

6. Piras, F., et al. (2005). Porcine reproductive and respiratory syndrome (PRRS) virus-specific interferon-gamma T-cell responses after PRRS virus infection or vaccination with an inactivated PRRS vaccine. Viral Immunology, 18(2), 381–389. https://doi.org/10.1089/vim.2005.18.381

7. Papatsiros, V. G., et al. (2006). Long-term administration of a commercial porcine reproductive and respiratory syndrome virus (PRRSV)-inactivated vaccine in PRRSV-endemically infected sows. Journal of Veterinary Medicine, 53, 266–272. https://doi.org/10.1111/j.1439-0450.2006.00965.x

8. Díaz, I., et al. (2013). Comparison of different vaccination schedules for sustaining the immune response against porcine reproductive and respiratory syndrome virus. Veterinary Journal, 197(2), 438–444. https://doi.org/10.1016/j.tvjl.2013.02.008

9. Reber, A. J., et al. (2006). Evaluation of multiple immune parameters after vaccination with modified live or killed bovine viral diarrhea virus vaccines. Comparative Immunology, Microbiology & Infectious Diseases, 29, 61–77. https://doi.org/10.1016/j.cimid.2006.01.001

10. Letellier, C., et al. (2008). Vaccination of calves using the BRSV nucleocapsid protein in a DNA prime-protein boost strategy stimulates cell-mediated immunity and protects the lungs against BRSV replication and pathology. Vaccine, 26(37), 4840-4848.https://doi.org/10.1016/j.vaccine.2008.06.100

11. Li, Y., et al. (2008). Dramatic improvement in FMD DNA vaccine efficacy and cross-serotype antibody induction in pigs following a protein boost. Vaccine, 26(21), 2647–2656. https://doi. org/10.1016/j.vaccine.2008.01.037

12. Bassaganya-Riera, J., et al. (2005). Impact of immunization with porcine reproductive and respiratory syndrome virus on lymphoproliferative recall response of CD8+ T cells. Viral Immunology, 17(1), 25–37. https://doi.org/10.1089/088282404322875430

13. Charreyre, C., et al. (2007). Ex-vivo stimulation with different PRRSV strains for cellular mediated immunity monitoring of PROGRESSIS® vaccinated pigs. Proceedings of the 5th International Symposium on Emerging and Re-emerging Pig Diseases, 144. Krakow, Poland.

14. Geldhof, M. F., et al. (2013). Antibody response and maternal immunity upon boosting PRRSV-immune sows with experimental farm-specific and commercial PRRSV vaccines. Veterinary Microbiology, 167(3–4), 260–271. https://doi.org/10.1016/j.vetmic.2013.08.017

15. Nilubol, D., et al. (2004). The effect of a killed porcine reproductive and respiratory syndrome virus (PRRSV) vaccine treatment on virus shedding in previously PRRSV infected pigs. Veterinary Microbiology, 102(1–2), 11–18. https://doi.org/10.1016/j.vetmic.2004.05.006

16. Dekens, V., et al. (2013). Induction of maternal immunity by vaccination of sows at end of gestation with PROGRESSIS®. Proceedings of the 5th ESPHM, 190.

17. Defoort, P., et al. (2014). Stabilization of PRRSV circulation in a farm using a vaccination program with PROGRESSIS® at the end of gestation. Proceedings of the 23rd IPVS Congress, 565.

18. Willems, L., et al. (2015). Stabilization of PRRSV circulation in a nursery and fattening unit following the implementation of mixed PRRSV vaccine program in breeders. Proceedings of the 7th ESPHM, 165.

19. Boivent, B., et al. (2016). PRRS Dual Technology mix vaccination program (MLV/KV): virus circulation monitoring in pig flows using oral fluids. Proceedings of the 24th IPVS Congress / 8th ESPHM, Dublin, Republic of Ireland.

20. Spaans, J., et al. (2016). Effect of Dual Technology Prime Boost (DTPB) vaccination in sows on circulation of PRRSV in post-weaning piglets. Proceedings of the 24th IPVS Congress / 8th ESPHM, Dublin, Republic of Ireland.